facebook instagram

Diagnostic molecular al infecțiilor respiratorii – testare sindromică

1090 Lei

Informaţii generale şi recomandări

Patogenii respiratori cauzează afecțiuni locale și sistemice acute, cele mai grave cazuri înregistrându-se în rândul copiilor, al vârstnicilor și al pacienților imunocompromiși. Tabloul clinic poate include tuse, rinoree și congestie nazală, febră, wheezing, cefalee și mialgie. Din cauza similarității bolilor cauzate de diferite virusuri și bacterii, diagnosticarea exclusiv pe baza simptomelor clinice este dificilă. Conceptul de testare sindromică a fost adoptat recent în microbiologia clinică pentru a descrie o modalitate de diagnostic de laborator rapid ce permite detectarea simultană, în cadrul aceluiași test, a agenților patogeni cel mai frecvent implicați în etiologia unui grup de boli infecțioase (infecții respiratorii, gastroenterite, meningite, sepsis, etc). Identificarea posibililor factori declanșatori oferă date care permit medicului să stabilească tratamentul corespunzător pentru pacient și oferă autorităților publice posibilitatea de a lua măsurile necesare pentru controlarea bolii. Mai mult, prin utilizarea testării sindromice se evită administrarea inutilă de antibiotice la pacienți cu infecții virale dovedite.
Performanța clinică a testului a fost stabilită în cadrul unui amplu studiu prospectiv, multicentric efectuat în trei locații geografice diferite din SUA, în perioade de prevalență a bolilor respiratorii din anii 2015–2016 și 2016–2017.
Rezultatele obtinute pentru cele 1612 probe exsudat nazo-faringian incluse in studiu au fost evaluate prin compararea rezultatelor testelor FilmArray RP2plus cu panelul patogenilor respiratori multiplex aprobat de FDA, precum și cu rezultatele a două teste PCR validate analitic, urmate de secvențierea bidirecțională pentru B. parapertussis (acest analit nu este detectat de panelul de patogeni respiratori multiplex aprobat de FDA). Rata totală de succes pentru testările inițiale ale eșantioanelor în cadrul studiului prospectiv a fost de 99,3%1.
Panelul PCR respirator (FilmArray RP2plus) este destinat detectării și identificării simultane a următoarelor microorganisme:

Virusuri:

  • Adenovirus
  • Coronavirus 229E
  • Coronavirus HKU1
  • Coronavirus NL63
  • Coronavirus OC43
  • Metapneumovirusul uman
  • Rinovirusul/Enterovirusul uman
  • Influenza A, inclusiv subtipurile H1, H1-2009 si H3
  • Influenza B
  • Coronavirusul sindromului respirator din Orientul Mijlociu (MERS-CoV)
  • Virusul paragripal 1
  • Virusul paragripal 2
  • Virusul paragripal 3
  • Virusul paragripal 4
  • Virusul sincitial respirator (RSV)

Bacterii greu sau non cultivabile:

  • Bordetella parapertusis (IS1001)
  • Bordetella pertussis (ptxP)
  • Chlamydia pneumoniae
  • Mycoplasma pneumoniae

Adenovirusurile sunt un grup de virusuri ADN neîncapsulate, incluzând șapte specii (A–G).2 Speciile de adenovirus B, C și E cauzează în principal boli respiratorii acute, în timp ce speciile A, D, F și G sunt responsabile pentru o varietate de boli, inclusiv cistita, gastroenterita și conjunctivita.3 Toate tipurile de adenovirus au fost asociate cu boli umane4 și pot fi identificate în eșantioanele respiratorii. Epidemiile survin adesea în context institutional (bazele militare de antrenament, grădinițele cu program prelungit și spitalele pediatrice de asistență terțiară), din cauza ratei ridicate de transmitere în rândul subiecților aflați în spații închise.5–7 Epidemiile adenovirale apar nu numai în sezonul rece, dar frecvent și vara, sub formă de faringită sau conjunctivită (înot în piscine). Acestea au un caracter trenant, dezvoltându-se timp de câteva săptămâni, în colectivitățile de copii sau tineri. Sursa de infecție este bolnavul cu diverse forme de infecție adenovirală sau purtătorul de virus. Mecanismul de transmitere este aerogen, prin inhalarea aerosolilor care conțin virusul, prin picături de secreție nazofaringiană și secreții conjunctivale.

Coronavirusurile (CoV) – Coronavirusurile umane au fost definite ca patogeni respiratori în anii 1960. Un număr de șase variante serologice au fost asociate bolii umane fiind caracterizate până în prezent: patru variante comune (229E, OC43, HKU1, NL63), Coronavirusul sindromului respirator sever (SARS-CoV) și Coronavirusul sindromului respirator din Orientul Mijlociu (MERS-CoV). Aceste virusuri sunt cel mai adesea asociate infecțiilor tractului respirator superior, însă au fost detectate și la persoane cu infecții ale tractului respirator inferior.8–10 Coronavirusurile comune au fost asociate cu crupul și exacerbarea astmului.8,11 Infecția apare adesea pe timp de iarnă și se pare că există o periodicitate a epidemiilor pentru anumite tulpini.9 Infecțiile cu coronavirus (cu excepția SARS-CoV și MERS-CoV) sunt, în general, auto-limitante. În prezent, nu există medicamente cunoscute pentru eliminarea infecției cu coronavirus.

MERS-CoV a fost descris pentru prima dată în 201212 și poate cauza boli respiratorii acute severe. Dintre coronavirusuri, doar infecția cu MERS-CoV cauzează și insuficiență renală acută la mai mult din jumătate dintre pacienți.13,14 Infecția cu acest virus este fatală în aproximativ 25–76,5% dintre cazuri.15 Epidemiile de MERS-CoV sunt caracterizate prin transmiterea de la animal la om, urmată de transmiterea de la persoană la persoană.15 Cele două epidemii majore de MERS-CoV de până acum au fost înregistrate în regiunea Peninsulei Arabice și în Coreea.16,17

Metapneumovirusul uman (hMPV) face parte din familia Paramyxoviridae.18 HMPV a fost descoperit ca patogen respirator la copii în 2001.19 Alte studii au confirmat infecțiile cu hMPV la subiecți de toate vârstele.19 Cele două genotipuri, A și B, pot circula simultan și nu par sa difere din punctul de vedere al severității bolii.18 HMPV este al doilea factor principal declanșator al bronșiolitei la copiii mici.18 De asemenea, infecția poate genera numeroase simptome ale tractului respirator superior și inferior: tuse, rinoree, wheezing, dispnee și febră.21 Se estimează că HMPV este răspunzător pentru 5–7% dintre infecțiile tractului respirator la copii și pentru 3% dintre cele înregistrate în rândul subiecților de toate vârstele.21 Frecvența sezonieră maximă a hMPV este pe perioada iernii și la începutul primăverii, perioadă care coincide adesea cu frecvența sezonieră a Virusului Sincițial Respirator (RSV).22

Influenza A și B (Virusul gripal A/B) sunt virusuri ARN din familia Orthomyxoviridae. Pe parcursul epidemiilor anuale de influenza, 5–20% din populație este afectată de infecțiile tractului respirator, cu instalarea rapidă a febrei.23 Tipul predominant de virus influenza diferă adesea ca urmare a derivațiilor și mutațiilor antigenice.24 Virusurile Influenza A pot fi subtipate in baza glicoproteinelor de suprafata: hemaglutinina (H) și neuraminidaza (N); subtipurile de influenza A H1N1 și H3N2 fiind tulpinile cel mai frecvent întâlnite la om. Subtipului H3N2 este asociat cu o forma severa de boala și o creștere a mortalității24 Pe parcursul sezonului gripal 2009–2010, influenza A (H1N1)pdm09 (H1- 2009, cunoscută și drept „gripa porcină”) a devenit principalul tip de virus influenza în circulație, răspunzător pentru aproximativ 99% dintre infecțiile raportate și, de atunci, a înlocuit tulpinile de H1N1 anterioare anului 2009.25 În prezent, sunt disponibile mai multe medicamente pentru tratamentul infectiilor virale cu Influenza, insa eficacitatea specifică tipului și rezistența la medicație sunt afectate de apariția de noi tulpini ale virusului.26 Complicațiile precum pneumonia virală sau bacteriană cresc rata mortalității asociată infecțiilor cu virusul influenza.27

Virusurile paragripale (PIV) sunt virusuri ARN din familia Paramyxoviridae. În 1950, virusurile paragripale au fost identificațe drept patogeni respiratori diferiți de virusurile influenza.28 Viruurile paragripale se împart în patru tipuri (1–4). Virusul paragripal 1 cauzează epidemii bienale, toamna, 50% dintre cazurile de crup fiind atribuite acestui virus.28 Virusul paragripal 2 cauzează epidemii o dată la unul sau doi ani, acestea putând alterna cu circulația virusului paragripal 1.28 Copiii cu vârsta sub șase ani sunt cu precădere susceptibili la infecția cu virusul paragripal 3, cu epidemii în secțiile de terapie intensivă de neonatologie. PIV3 este asociat cu cea mai mare rată a mortalității și morbidității dintre toate tulpinile29 iar epidemiile se declanșează cel mai frecvent primăvara și vara.28 Infecția cu virusul paragripal 4 afectează toate grupele de vârstă, insa din cauza frecvenței reduse de detecție, periodicitatea infecției nu a fost stabilită.30, 31

Virusul sincițial respirator (RSV) face parte din categoria virusurilor ARN din familia Paramyxoviridae, asociate metapneumovirusurilor și virusurilor paragripale.32 RSV are două sub-tipuri principale (A și B), a căror prevalență poate varia anual.33 RSV este cauza cea mai frecventă a bolilor respiratorii la sugari, bronșiolita acută reprezentând principala cauză de spitalizare.32 RSV este în prezent recunoscut și ca un patogen important la adulți, deși infecțiile în rândul acestora sunt, în general, mai puțin severe și limitate la tractul respirator superior.34 Vârful de activitate al RSV corespunde, în general, lunilor ianuarie și februarie.35

Rinovirusurile (HRV) și Enterovirusurile (EV) sunt virusuri ARN din familia Picornaviridae.36 Există mai mult de 100 de serotipuri umane.36 Rinovirusul este responsabil pentru „răceala comună”, însă poate fi implicat și în inducerea crizelor astmatice și a complicațiilor severe.36 Enterovirusurile sunt împărțite în patru specii care includ cel puțin 89 de tipuri diferite. Tipurile individuale pot fi asociate cu diferite manifestări clinice, inclusiv boli respiratorii nespecifice la sugari sau adulți.37 Atât rinovirusurile, cât și enterovirusurile sunt prevalente pe întreg parcursul anului.38,39

Bordetella pertussis, o bacterie gram-negativă, este agentul etiologic predominant al tusei convulsive sau pertussis, o boală extrem de contagioasă, prevenibila prin vaccinare, care trebuie raportată organizațiilor publice de sănătate40–42. Pertussis apare cel mai frecvent în rândul copiilor, dar și al adolescenților și adulților, iar epidemiile au fost documentate si la populațiile vaccinate din cauza scaderii titrului de anticorpi (s-a demonstrat că titrul de anticorpi scade la 5–10 ani de la vaccinare).42,43 Boala este nespecifică în stadiu incipient (catarală), iar semnele clasice de pertussis (tusea paroxistică, „convulsie” inspiratorie, tuse cu senzație de vomă, precum și apnee sau cianoză la sugari) nu apar decât la aproximativ două săptămâni de la declanșarea simptomelor inițiale.

Bordetella parapertussis este cunoscută pentru declanșarea unei boli mai ușoare similară cu pertussis.42 Nu s-a definit un sezon de vârf pentru infecțiile cu Bordetella.

Chlamydia pneumoniae (Chlamydophila pneumoniae) este o bacterie obligatoriu intracelulară răspunzătoare pentru infecții respiratorii acute, reprezentând o cauză frecventă a pneumoniei atipice (ambulatorie) și bronșitei comunitare.44–46 C. pneumoniae are o perioadă de incubație de aproximativ trei săptămâni și poate fi transmisă de purtători asimptomatici.46 Epidemiile apar în școli, cazărmi militare și aziluri.47 Nu s-a identificat un sezon de vârf pentru infecțiile cu C. pneumoniae.

Mycoplasma pneumoniae este un alt agent bacterian al pneumoniei atipice comunitare, frecvent întâlnit în situații epidemice.48,49 Perioada de incubație pentru infecția cu M. pneumoniae este de aproximativ 1–4 săptămâni49. Boala respiratorie cu M. pneumoniae nu are un sezon definit de incidență maximă, însă epidemiile au o periodicitate de 3–7 ani.49-50

Specimen recoltat – Exsudat nazofaringian (ENF) recoltat conform procedurilor standard, in recipient cu mediu de transport lichid Amies (e-Swab cu capac albastru) (fig. 1)51

Recoltarea exsudatului nazo faringian (fig. 2):

Figura 1. e-Swab

Figura 2. Etapele recoltarii NPS

Solicitati pacientului sa tuseasca pentru a mobiliza secretiile catre faringele posterior. Inclinati spre spate capul pacientului intr-un unghi de aproximativ 70 de grade. Recoltarea se va face cu tampon de tip flock-swab, pentru o mai buna colectare a microorganismelor. Tamponul se introduce cu grijă in narina si se coboara pe planseul inferior al acesteia pana cand se ajunge in nazofarinx. Tamponul se rasuceste de 2-3 ori dupa care se extrage usor. Acesta va fi imersat in recipientul cu mediu de transport si se inchide capacul etans. In timpul acestei operatiuni pacientul poate simți o anumită presiune sau discomfort.

Recoltarea partiala doar de la nivel nazal sau faringian poate determina aparitia unor rezultate fals negative pentru anumite microorganisme cu tropism pentru mucoasa omisa de la prelevare.

Stabilitate proba – eșantioanele trebuie procesate și testate cât mai repede. Daca acest lucru nu este posibil, proba este stabila:
• La temperatura camerei 4 ore (15°C–25°C)
• Refrigerata (2°C–8°C) 3 zile
• Congelata (≤-15°C sau ≤-70°C) 30 de zile51
Metodă – PCR multiplex automat52
Interpretarea rezultatelor, limite şi interferenţe

Rezultatele testului se raportează ca:

  • Nedetectabil
  • Pozitiv
  • Echivoc – exclusiv pentru Influenza A și MERS-CoV, cand combinația rezultatelor pozitive și negative ale testelor pentru Influenza A și/sau MERS-CoV a fost neconcludentă.

Testul este capabil să diferențieze între principalele subtipuri ale virusului Influenza A. În acest scop, se utilizează două teste pentru Influenza A, (FluA-pan-1 și FluA-pan-2) și trei teste pentru subtipuri, având drept țintă hemaglutinina (FluA-H1-2, FluA-H1-2009 și FluA-H3). Rezultatul raportat se bazează pe rezultatele combinate ale celor cinci teste menționate.
Dacă ambele teste FluA-pan sunt pozitive, dar niciunul dintre testele de subtipare nu este pozitiv, raportarea este

Influenza A fara precizarea subtipului. Acest rezultat poate apărea în situațiile în care titrarea virusului în eșantion este redusă și nu poate fi detectată prin testele de subtipare. Un astfel de rezultat poate indica, însă, și prezența unei noi tulpini de Influenza A.

Un rezultat negativ ptr toate subtipurile testate (Influenza A H1, H1-2009 si H3) va fi raportat ca rezultat Influenza A nedetectabil.

MERS-CoV
Panelul conține două tipuri diferite de teste pentru detectarea MERS-CoV. Software-ul interpretează independent fiecare dintre aceste teste, iar rezultatele sunt combinate în cadrul unui raport final de testare. Ambele teste trebuie să fie pozitive pentru ca rezultatul raportului de testare să fie Pozitiv. Dacă un singur test este pozitiv, rezultatul este Echivoc. Dacă ambele testele sunt negative, rezultatul raportului de testare va fi Nedetectabil.

Un rezultat nedetectabil nu exclude posibilitatea unei infecții virale sau bacteriene deoarece rata de detecţie depinde de modul de recoltare a probei, cantitatea de acizi nucleici din probă (niveluri ale organismelor în eșantion care sunt sub limita de detecție a testului), prezenţa inhibitorilor sau stadiul infecţiei. De asemenea, rezultatul testelor poate fi afectat de tratamentul antiviral/antibacterian administrat inainte de testare.

Rezultatele negative nu trebuie utilizate ca bază unică de diagnosticare sau tratament, ci trebuie corelate cu istoricul pacientului, datele epidemiologice si clinice.

Acizii nucleici virali și bacterieni pot persista in vivo indiferent de viabilitatea microorganismelor. Detectarea lor nu semnifica faptul că respectivele organisme sunt infecțioase sau că sunt agenții cauzatori ai simptomelor clinice.
Dacă într-un eșantion sunt detectate patru sau mai multe organisme, se recomanda retestarea pentru confirmarea rezultatului polimicrobian.

Limitarile metodei:
Detectarea acidului nucleic viral și bacterian este influențată de recoltarea adecvată a eșantioanelor, de manipularea, transportul și pregătirea acestora. Nerespectarea procedurilor corecte pentru oricare dintre acești pași poate determina rezultate incorecte. Există un risc de rezultate fals pozitive sau fals negative ca urmare a recoltării, transportării sau manipulării incorecte a eșantioanelor.
Testele de subtipare pentru virusul influenza A vizează exclusiv hemaglutinina (H) și nu detectează/nu diferențiază subtipurile de influenza A asociate neuraminidazei (N).
Din cauza similarității genetice între Rinovirusul uman și Enterovirus, testul nu le poate diferenția în mod viabil. Dacă această diferențiere este necesară, un rezultat pozitiv pentru Rinovirus/Enterovirus obținut trebuie verificat printr-o metodă alternativă.
Administrarea vaccinurilor nazale anti-influenza (de ex., FluMist) anterior recoltării eșantionului ENF ar putea determina un rezultat pozitiv.

Interferente:
Nu s-au evidentiat interferente cu: sânge, mucus/secreții, fluide sau aplicații topice, diferite tampoane și medii de transport pentru prelevarea eșantioanelor, substanțe utilizate pentru curățarea, decontaminarea sau dezinfectarea spațiilor de lucru.

Referințe
1. Amy L. Leber et al., Multicenter Evaluation of BioFire FilmArray Respiratory Panel 2 for Detection of Viruses and Bacteria in Nasopharyngeal Swab Samples, Journal of Clinical Microbiology, 56, 6 e01945-17 (2018).
2. Jones, M. S. et al. New adenovirus species found in a patient presenting with gastroenteritis. J. Virol. 81, 5978–5984 (2007).
3. Centers for Disease Control and Prevention. Centers for Disease Control and Prevention, National Center for Immunization and Respiratory Diseases (NCIRD), Division of Viral Diseases (DVD) Web site. Available at: http://www.cdc.gov/ncidod/dvrd/revb/respiratory/eadfeat.htm. (Accessed: 7th January 2011)
4. Lenaerts, L., De Clercq, E. & Naesens, L. Clinical features and treatment of adenovirus infections. Rev. Med. Virol. 18, 357–374 (2008).
5. Calder, J. A. M. et al. Adenovirus type 7 genomic-type variant, New York City, 1999. Emerg. Infect. Dis. 10, 149–152 (2004).
6. Metzgar, D. et al. Abrupt emergence of diverse species B adenoviruses at US military recruit training centers. J. Infect. Dis. 196, 1465–1473 (2007).
7. Russell, K. L. et al. Transmission dynamics and prospective environmental sampling of adenovirus in a military recruit setting. J. Infect. Dis. 194, 877–885 (2006).
8. Kahn, J. S. & McIntosh, K. History and recent advances in coronavirus discovery. Pediatr. Infect. Dis. J. 24, S223–227, discussion S226 (2005).
9. Kuypers, J. et al. Clinical disease in children associated with newly described coronavirus subtypes. Pediatrics 119, e70-76 (2007).
10. Dominguez, S. R., Robinson, C. C. & Holmes, K. V. Detection of four human coronaviruses in respiratory infections in children: a one-year study in Colorado. J. Med. Virol. 81, 1597–1604 (2009).
11. van der Hoek, L. et al. Croup is associated with the novel coronavirus NL63. PLoS Med. 2, e240 (2005).
12. Zaki, A. M., Van Boheemen, S., Bestebroer, T. M., Osterhaus, A. D. & Fouchier, R. A. Isolation of a novel coronavirus from a man with pneumonia in Saudi Arabia. N. Engl. J. Med. 367, 1814–1820 (2012).
13. Eckerle, I., Müller, M. A., Kallies, S., Gotthardt, D. N. & Drosten, C. In-vitro renal epithelial cell infection reveals a viral kidney tropism as a potential mechanism for acute renal failure during Middle East Respiratory Syndrome (MERS) Coronavirus infection. Virol J 10, 359 (2013).
14. Arabi, Y. M. et al. Clinical course and outcomes of critically ill patients with Middle East respiratory syndrome coronavirus infection. Ann. Intern. Med. 160, 389–397 (2014).
15. Chan, J. F. et al. Middle East respiratory syndrome coronavirus: another zoonotic betacoronavirus causing SARS-like disease. Clin. Microbiol. Rev. 28, 465–522 (2015).

16. Cowling, B. J. et al. Preliminary epidemiologic assessment of MERS-CoV outbreak in South Korea, May–June 2015. Euro Surveill. Bull. Eur. Sur Mal. Transm. Eur. Commun. Dis. Bull. 20, 21163 (2015).
17. Organization, W. H. Middle East respiratory syndrome coronavirus (MERS-CoV): summary of current situation, literature update and risk assessment. (2015).
18. Kahn, J. S. Epidemiology of human metapneumovirus. Clin. Microbiol. Rev. 19, 546–557 (2006).
19. van den Hoogen, B. G. et al. A newly discovered human pneumovirus isolated from young children with respiratory tract disease. Nat Med 7, 719–24 (2001).
20. Falsey, A. R., Erdman, D., Anderson, L. J. & Walsh, E. E. Human metapneumovirus infections in young and elderly adults. J. Infect. Dis. 187, 785–790 (2003).
21. VAN DEN HOOGEN, B. G., OSTERHAUS, D. M. E. & FOUCHIER, R. A. M. Clinical impact and diagnosis of human metapneumovirus infection. Pediatr. Infect. Dis. J. 23, S25–S32 (2004).
22. Esper, F. et al. A 1-year experience with human metapneumovirus in children aged< 5 years. J. Infect. Dis. 189, 1388–1396 (2004).
23. World Health Organization. WHO Fact Sheet No. 221, April, 2009. Influenza (Seasonal).
24. Bammer, L., Fukuda, A., Klimov, and N. Cox. in VPD Surveillence Manual (2002).
25. Update: influenza activity – United States, August 30, 2009-March 27, 2010, and composition of the 2010-11 influenza vaccine. MMWR Morb. Mortal. Wkly. Rep. 59, 423–430 (2010).
26. Bammer, L., Fukuda, A., Klimov, and N. Cox. in VPD Surveillence Manual (2002).
27. Morens, D. M., Taubenberger, J. K. & Fauci, A. S. Predominant role of bacterial pneumonia as a cause of death in pandemic influenza: implications for pandemic influenza preparedness. J Infect Dis 198, 962–70 (2008).
28. Henrickson, K. J. Parainfluenza viruses. Clin. Microbiol. Rev. 16, 242–264 (2003).
29. Senchi, K., Matsunaga, S., Hasegawa, H., Kimura, H. & Ryo, A. Development of oligomannose-coated liposome-based nasal vaccine against human parainfluenza virus type 3. Front Microbiol 4, 346 (2013).
30. Lau, S. K. P. et al. Human parainfluenza virus 4 outbreak and the role of diagnostic tests. J. Clin. Microbiol. 43, 4515–4521 (2005).
31. Fry, A. M. et al. Seasonal trends of human parainfluenza viral infections: United States, 1990–2004. Clin. Infect. Dis. 43, 1016–1022 (2006).
32. Mohapatra, S. S. & Boyapalle, S. Epidemiologic, experimental, and clinical links between respiratory syncytial virus infection and asthma. Clin. Microbiol. Rev. 21, 495–504 (2008).
33. Anderson, L. J., Hendry, R. M., Pierik, L. T., Tsou, C. & McIntosh, K. Multicenter study of strains of respiratory syncytial virus. J. Infect. Dis. 163, 687–692 (1991).
34. Falsey, A. R. & Walsh, E. E. Respiratory syncytial virus infection in adults. Clin. Microbiol. Rev. 13, 371–384 (2000).
35. Hall, C. B. Respiratory syncytial virus and parainfluenza virus. N. Engl. J. Med. 344, 1917–1928 (2001).
36. Anzueto, A. & Niederman, M. S. Diagnosis and treatment of rhinovirus respiratory infections. Chest 123, 1664–1672 (2003).
37. Jacques, J. et al. Epidemiological, molecular, and clinical features of enterovirus respiratory infections in French children between 1999 and 2005. J. Clin. Microbiol. 46, 206–213 (2008).
38. Jacobs, S. E., Lamson, D. M., George, K. S. & Walsh, T. J. Human rhinoviruses. Clin. Microbiol. Rev. 26, 135–162 (2013).
39. Sawyer, M. H. Enterovirus infections: diagnosis and treatment. Curr. Opin. Pediatr. 13, 65–69 (2001).
40. Centers for Disease Control and Prevention. Centers for Disease Control and Prevention, Pertussis (Whooping Cough) Web Site.
41. World Health Organization. WHO Immunization, Vaccines, and Biologics; Pertussis Web Site.
42. Mattoo, S. & Cherry, J. D. Molecular pathogenesis, epidemiology, and clinical manifestations of respiratory infections due to Bordetella pertussis and other Bordetella subspecies. Clin. Microbiol. Rev. 18, 326–382 (2005).
43. Srugo, I. et al. Pertussis infection in fully vaccinated children in day-care centers, Israel. Emerg. Infect. Dis. 6, 526–529 (2000).
44. Hahn, D. L., Azenabor, A. A., Beatty, W. L. & Byrne, G. I. Chlamydia pneumoniae as a respiratory pathogen. Front. Biosci. J. Virtual Libr. 7, e66-76 (2002).
45. Grayston, J. T. Chlamydia pneumoniae, strain TWAR pneumonia. Annu. Rev. Med. 43, 317–323 (1992).
46. Kuo, C. C., Jackson, L. A., Campbell, L. A. & Grayston, J. T. Chlamydia pneumoniae (TWAR). Clin. Microbiol. Rev. 8, 451–461 (1995).
47. Peeling, R. W. & Brunham, R. C. Chlamydiae as pathogens: new species and new issues. Emerg. Infect. Dis. 2, 307–319 (1996).
48. Outbreak of community-acquired pneumonia caused by Mycoplasma pneumoniae–Colorado, 2000. Can. Commun. Dis. Rep. Relevé Mal. Transm. Au Can. 27, 104–107 (2001).
49. Klement, E. et al. Identification of risk factors for infection in an outbreak of Mycoplasma pneumoniae respiratory tract disease. Clin. Infect. Dis. Off. Publ. Infect. Dis. Soc. Am. 43, 1239–1245 (2006).
50. Centers for Disease Control and Prevention. Centers for Disease Control and Prevention, Disease Listing: Mycoplasma pneumoniae Web Site.
51. .http://products.copangroup.com/index.php/consumables/copan-educational/item/550-nasopharyngeal-sample-collection-using-copan-utm-and-flocked-swabs
52. Laborator Synevo. Referinţele specifice tehnologiei de lucru utilizate 2018. Ref Type: Catalog.

Termeni şi condiţii. | Politica de confidentialitate. | Politică privind fișierele cookies.